ТОКСИКОЛОГІЯ ПЕСТИЦИДІВ

УДК 612.826.4 + 591.147.4

Н.О. Карпезо, О.М. Гурняк, О.С. Мацюх, Г.В. Островська, к.б.н., В.К. Рибальченко, д.б.н.

МОРФО-ФУНКЦІОНАЛЬНІ ЗМІНИ У ГІПОТАЛАМО-ГІПОФІЗАРНІЙ СИСТЕМІ ЩУРІВ ПРИ ДІЇ ГЕРБІЦИДУ 2,4-Д ТА СТИМУЛЯТОРУ РОСТУ РОСЛИН ІВІНУ

Київський національний університет ім. Т. Шевченка

Регуляцію процесів життєдіяльності організму і інтеграцію його функцій забезпечує нейроендокринна система, в якій особливе місце належить гіпоталамусу. З ядерних утворень гіпоталамусу найкраще вивчені великоклітинні (супраоптичні та паравентрикулярні) ядра, які реалізують складні взаємодії між нервовою та гуморальною системами та координують роботу периферійних ендокринних залоз [2, 12, 28, 29]. Нейросекреторні клітини, що утворюють ці ядра, мають переважно мультиполярну форму, і їх потовщені відростки часто містять значну кількість нейросекреторного матеріалу. Нейросекреторні клітини мають притаманну нейроцитам будову і відрізняються від останніх тільки більшими розмірами. Вони здатні до проведення специфічних імпульсів і одночасно мають характерні для залозистих клітин властивості. Кількість і локалізація нейросекреторних (паральдегід-фуксин-позитивних) гранул і розміри клітинних ядер є критеріями функціонального стану нейросекреторних клітин [10, 24]. Великоклітинні ядра гіпоталамусу продукують нонапептидні нейрогормони вазопресин та окситоцин. Останні, крім впливу на гладенькі м'язи, лактацію та водно-сольовий обмін, беруть участь у регуляції секреції гормонів аденогіпофізу [10, 12, 14]. Вважають, що нонапептиди справляють потенціюючу дію на всі складові гіпоталамо-ендокринної системи [5, 7, 26].

Вентральна частина гіпоталамусу, так зване серединне підвищення, є нейрогемальним органом, де численні відростки гіпоталамічних та екстрагіпоталамічних нейронів закінчуються на кровоносних капілярах первинного портального зплетіння або проходять транзитно до нейрогіпофізу, формуючи гіпоталамо-гіпофізарний тракт [1, 8, 12]. У нейрогіпофізі вони закінчуються великими терміналями на стінках капілярів [8, 15]. Різні фізіологічні чинники та стресорні агенти спричиняють зміни рівня медіаторів у гіпоталамусі, що порушує швидкість синтезу та секреції гіпоталамічних і гіпофізарних гормонів і призводить до відповідних змін функціональної активності периферійних компонентів нейроендокринної системи.

Вплив пестицидів на гіпоталамо-гіпофізарну систему практично не вивчений. Інформація про дію гербіциду 2,4-Д та стимулятора росту івіну на нервову систему фрагментарна.

Відомо, що 2,4-Д є нейротоксином для базальних гангліїв щурів. Його нейротоксичні ефекти на базальні ганглії є результатом взаємодії з моноамінергічними системами і залежать від локалізації, дози та тривалості впливу. Токсичність є різною на рівні моноамінергічних терміналей, аксонів та тіл клітин [16].

2,4-Д впливає також на синтез серотоніну [20]. Серотонінергічні нейроцити різних ядер мезенцефалона по-різному реагують на 2,4-Д, в той час як клітини астроглії змінюються однаково [22]. Показано збільшення кількості астроцитів, їх розмірів та кількості відростків [17].

Гістологічні дослідження показали дефіцит міеліну у різних зонах головного мозку щурят, матері яких отримували 2,4-Д. Гербіцид змінює процеси міелінізації у специфічний постнатальний період [19].

Відносно дії 2,4-Д безпосередньо на функцію великоклітинних нейросекреторних ядер гіпоталамусу — відомо лише, що кількість нейросекреторного матеріалу у гіпоталамо-нейрогіпофізарній системі зростає через 24 год після впливу 2,4-Д, а потім поступово знижується через 3—14 діб [21].

Стимулятор росту рослин івін введений у сільськогосподарську практику недавно. Він належить до помірно токсичних речовин. Про його дію на центральну нервову систему свідчать такі ознаки інтоксикації, як порушення координації рухів, адинамія, зниження больової та тактильної чутливості [11].

2,4-Д та івін по-різному впливають на бімолекулярні ліпідні мембрани. Показано, що івін модулює проникність через них 2,4-Д [3, 7, 9]. Отже одночасний вплив пестицидів на плазматичні мембрани клітин може істотно відрізнятись від дії кожного з них окремо, тому особливого значення набуває дослідження сумісної дії вказаних пестицидів, зокрема на гіпоталамо-гіпофізарну систему.

Матеріали та методи дослідження

Досліди проводили на білих щурах-самцях масою 150—200 г. Щурів утримували на стандартному харчовому раціоні при нормальному світловому дні. Досліджувані речовини вводили інтрагастрально щодня зранку до годування за допомогою зонду протягом 1 місяця.

Гербіцид 2,4-Д у дозі 10 мг/кг маси тіла (1/40 LD50), регулятор росту рослин івін у дозі 50 мг/кг (1/34 LD50) та обидва препарати одночасно вводили у 1 мл дистильованої води. Контрольна група тварин одержувала у вищезазначений спосіб дистильовану воду (1 мл).

Гіпоталамічну ділянку мозку та гіпофіз фіксували у суміші Буена, після стандартної гістологічної обробки заливали у парафін. Зрізи забарвлювали паральдегід-фуксином, гіпофізи дофарбовували оранжем G. Функціональний стан гіпоталамо-гіпофізарної системи оцінювали, базуючись на морфометричному аналізі нейроцитів великоклітинних ядер гипоталамусу. У супраоптичних та паравентрикулярних ядрах вимірювали діаметри ядер нейроцитів та визначали співвідношення клітин, що мають різну кількість, розміри та локалізацію нейросекреторного матеріалу. Одночасно візуально оцінювали наявність нейросекреторних гранул у різних зонах серединного підвищення та в нейрогіпофізі.

Статистична обробка результатів була проведена за критерієм Ст'юдента.

Результати та їх обговорення

Супраоптичні ядра гіпоталамусу щурів контрольної серії утворені компактним скупченням нейроцитів, що містять нейросекреторний матеріал. Більшість (46,5%) складають клітини з невеликою кількістю нейросекреторних гранул, локалізованих переважно у навколоядерній зоні. 20% нейроцитів мають дрібні та середніх розмірів гранули в усьому об'ємі цитоплазми, а 17,6% клітин цілком заповнені нейросекретом. 13,6% нейроцитів містять незначну кількість дрібнозернистого нейросекреторного матеріалу, або він не виявляється зовсім. 2,2% клітин переповнені нейросекретом і мають пікнотичні ядра. Діаметр ядер нейроцитів становить 5,3±0,4 мкм.

Паравентрикулярні ядра гіпоталамусу щурів контрольної серії, як і супраоптичні, утворені переважно нейроцитами, що містять невелику кількість нейросекреторного матеріалу в навколоядерній зоні (38,6%) та дрібні і середнього розміру нейросекреторні гранули в усій цитоплазмі (28,5%). Нейроцити, в яких не виявляються нейросекреторні гранули, та ті, що заповнені нейросекретом, складають, відповідно, 13,2 та 15,2%. Поодинокі нейроцити (4,2%) мають пікнотичні ядра та заповнену нейросекретом цитоплазму. Діаметр ядер нейроцитів дорівнює 5,6±0,8 мкм.

У серединному підвищенні невелика кількість дрібних нейросекреторних гранул міститься у зоні гіпоталамо-гіпофізарного тракту, а у палісадній зоні (місці контакту з судинами, що несуть кров до аденогіпофізу) виявлено пилкоподібний нейросекреторний матеріал.

У нейрогіпофізі міститься помірна кількість нейросекреторного матеріалу.

Гербіцид 2,4-Д істотно впливає на функціональний стан нейроцитів великоклітинних ядер гіпоталамусу. У супраоптичних та паравентрикулярних ядрах помітно збільшується кількість клітин з пікнотичними ядрами (відповідно до 10,0 та 17,1%). У паравентрикулярних ядрах з'являються нейроцити, що мають пікнотичні ядра і великі вакуолі, на стінках яких зосереджено нейросекреторні гранули (11,4%). Одночасно в обох ядрах зростає кількість світлих клітин за рахунок нейроцитів, що мають багато нейросекреторного матеріалу.

У супраоптичних ядрах кількість клітин, в яких майже немає нейросекрету, становить 29,0%, клітин з дрібним навколоядерним нейросекретом — 44,0%. До 12% зменшується кількість клітин з дрібними та середнього розміру гранулами і лише 5,1% нейроцитів заповнені нейросекреторним матеріалом. Діаметри ядер нейроцитів вірогідно зростають і становлять 6,6±0,5 мкм (рисунок, таблиця).

Аналогічно у паравентрикулярних ядрах клітини без нейросекреторного матеріалу складають 17,1% з невеликою кількістю навколоядерного нейросекрету — 45,7%. Лише 8,5% клітин мають дрібні та середніх розмірів гранули, і зовсім зникають клітини, що мають нормальні ядра і цитоплазму, заповнену нейросекреторним матеріалом. Середній діаметр ядер має тенденцію до збільшення і становить 6,8±1,0 мкм.

У супраоптичних і, особливо, в паравентрикулярних ядрах гіпоталамусу аксони дуже розширені, містять велику кількість нейросекреторного матеріалу. Не завжди це аксони переповнених нейросекретом клітин, часто вони відходять від нейроцитів, що містять дрібні гранули нейросекрету в невеликій кількості.

У серединному підвищенні і нейрогіпофізі трохи збільшується кількість нейросекреторного матеріалу.

Стимулятор росту рослин івін викликає не менш суттєві зміни у великоклітинних ядрах гіпоталамусу, ніж гербіцид 2,4-Д. Особливо чутливими до івіну виявились нейроцити супраоптичних ядер. Більше 40% клітин мають пікнотичні ядра, з них 28,4% заповнені нейросекреторним матеріалом, а 14,7% мають великі оптично пусті вакуолі. Більшість нейроцитів, що зберігають нормальні ядра, не мають у цитоплазмі нейросекреторного матеріалу або він є (20,0%) у невеликій кількості. Лише 7,3% нейроцитів мають значну кількість нейросекреторного матеріалу і 2,1% заповнені нейросекретом. Діаметр ядер нейроцитів супраоптичних ядер вірогідно збільшується відносно контролю і становить 7,1±0,9 мкм (рисунок, таблиця). Поодинокі аксони заповнені нейросекреторним матеріалом.

У паравентрикулярних ядрах кількість нейроцитів, що мають пікнотичні ядра і переповнену нейросекретом цитоплазму, значно менша, ніж у супраоптичних і не набагато перевищує контроль (7,0%). Клітини, що мають пікнотичні ядра і вакуолізовану цитоплазму складають всього 6,8%. Практично всі нейроцити, що зберегли нормальну структуру ядра, або не мають нейросекреторного матеріалу в цитоплазмі (31,0%), або його дуже мало (44,8%). Лише 3,6% клітин містять невеликі та середнього розміру гранули нейросекрету в цитоплазмі, а нейроцитів, заповнених нейросекретом, немає зовсім. Діаметр ядер нейроцитів збільшується (7,4±2,3 мкм), проте велика варіабельність їх розмірів не дозволяє класифікувати це збільшення як вірогідне. Поодинокі аксони містять нейросекреторний матеріал.

В серединному підвищенні нейросекреторного матеріалу не багато. Трохи більше його в зоні гіпоталамо-гіпофізарного тракту, де поряд з дрібними є і середнього розміру гранули і окремі краплі нейросекрету.

У задній долі гіпофізу помірна кількість секреторного матеріалу. Є невеликі краплі нейросекрету. Судини розширені.

Одночасна дія 2,4-Д та івіну не знижує, як це було при їх впливі на печінку [6], а, навпаки, поглиблює патологічні зміни нейроцитів гіпоталамусу. У супраоптичних ядрах більше 40% нейроцитів мають пікнотичні ядра. З них заповнені нейросекретом 22%, з вакуолями у цитоплазмі — 19,5%. Близько половини складають нейроцити, що мають нормальну структуру ядра і не містять нейросекреторних гранул (31,2%) або містять їх у невеликій кількості (23,4%). 3,8% нейроцитів мають дрібні та середнього розміру гранули, а нейроцитів, заповнених нейросекретом не виявлено. Діаметри ядер нейроцитів дорівнюють 8,1±1,0 мкм і є найбільшими з усіх досліджуваних груп. Є поодинокі аксони, заповнені нейросекретом.

У паравентрикулярних ядрах пошкоджуючий вплив пестицидів ще більший — майже половину складають клітини з пікнотичними ядрами, з них 39,55% мають великі вакуолі у цитоплазмі і 4,6% мають заповнену нейросекретом цитоплазму. Клітини, що зберегли нормальну структуру ядра, або зовсім не містять нейросекреторного матеріалу (37,2%), або невелику кількість дрібних нейросекреторних гранул (18,6%). Клітин, що містять середніх розмірів гранули і заповнених нейросекретом немає зовсім. Водночас аксони нейроцитів переповнені нейросекреторним матеріалом. Діаметри нейроцитів не змінюються відносно контролю і дорівнюють 6,2±1,3 мкм.

У серединному підвищенні та нейрогіпофізі нейросекреторного матеріалу не багато, він представлений дрібними гранулами і окремими краплями різних розмірів.

Аналіз отриманих морфо-функціональних даних свідчить про пряму пошкоджуючу дію пестицидів на нейроцити великоклітинних ядер гіпоталамусу та про їх істотний вплив на функціональну активність гіпоталамо-гіпофізарної системи.

Показано відмінності у дії гербіциду 2,4-Д та стимулятору росту рослин івіну на великоклітинні ядра гіпоталамусу. Так, до дії 2,4-Д більш чутливими виявились нейроцити паравентрикулярних ядер, де з'явилось більше клітин з пікнотичними ядрами. Стимулятор росту івін, навпаки, в супраоптичних ядрах порушив нормальне функціонування близько половини клітин. Одночасна дія 2,4-Д та івіну поглибила ті зміни, які відбувалися у великоклітинних ядрах гіпоталамусу при застосуванні кожного з пестицидів окремо: збільшується кількість не функціонуючих клітин з пікнотичними ядрами і зменшується кількість нейроцитів, що активно синтезують і накопичують нейросекреторний матеріал. В обох ядрах відбувається спроба компенсувати функцію пошкоджених клітин, проте тільки у супраоптичних ядрах збільшення розмірів ядер нейроцитів вірогідні і є клітини, що містять велику кількість нейросекреторних гранул, що свідчить про посилення синтезу нейросекреторного матеріалу. Переважна більшість клітин, що зберегли нормальну структуру ядра і активно синтезують нейросекрет, відразу виводять його з тіл нейроцитів. Але при дії пестицидів, особливо 2,4-Д, його подальше просування по аксонах гальмується, на що вказують переповнені нейросекреторними гранулами аксони, які відходять не тільки від клітин, заповнених нейросекретом, а й від практично пустих. Отже досліджувані пестициди, крім прямої пошкоджуючої дії на нейроцити, впливають на проходження нейросекреторного матеріалу по аксонах, проте не перешкоджають його виведенню на кінцевому етапі — у серединному підвищенні в зоні контакту з портальними судинами аденогіпофізу та в нейрогіпофізі, де кількість його майже не перевищує контроль.

Література
1. Бабичев В.Н., Самсонова В.М. Современные представления о механизме взаимодействия гипоталамо-гипофизарно-тиреоидной и гипоталамо-гипофизарно-гонадной систем в организме // Успехи совр. биологии. —1983. —Т. 95, №2. —С. 281—292.
2. Баранов В.Г., Пропп М.В. Гипоталамическая регуляция функций гипофиза и периферических эндокринных желез. В кн.: Физиология эндокринной системы. —Л., 1979. —С. 507—554.
3. Бичко А.В., Рибальченко В.К. Модифікація рідинно-кристалічної структури бімолекулярних мембран N-оксид-2,6-лутидином (івіном) // Фізика живого. —2002. —Е. 10, №1. —С. 31—40.
4. Бичко А.В. Структурні перетворення ліпідного матриксу при дії 2,4-Д та івіну / Тези доповідей III з'їзду УБФТ. —Львів, 2002. —С. 77.
5. Дитятева Г.В., Красновская И.А., Скопичева В.И. Эффект аргинин-вазопрессина на щитовидную железу крысы in vitro // Бюл. эксперимен. биологии и медицины. —1990. —№10. —С. 423—425.
6. Карпезо Н.О., Гурняк О.М., Різніченко Н.О., Рибальченко В.К. Структурні зміни у печінці щурів під впливом 2,4-дихлорфеноксиоцтової кислоти (2,4-Д) та івіну / Всеукраїнська наукова конференція "Актуальні проблеми гастроенторології". —2001. —С. 23.
7. Мошков Е.А. Роль октапептидов гипоталамуса в регуляции функции гипофизарно-тиреоидного комплекса // Проблемы физиологии гипоталамуса. —1979. —Вып. 12. —С. 115—121.
8. Остин К., Шорт Р. Гормональная регуляция размножения у млекопитающих. —М.: Мир, 1987. —305 с.
9. Островская Г.В., Бычко А.В., Карпезо Н.А., Мацюх О.В., Рыбальченко В.К. Взаимодействие ивина с липидными мембранами и базисные механизмы реализации биологической активности препарата / Тези доповідей IX міжнародної конференції "Інформотерапія: теоретичні аспекти та практичне застосування". —Київ, 2003. —С. 81.
10. Поленов А.Л. Гипоталамическая нейросекреция. —Л.: Наука, 1968. —159 с.
11. Пономаренко С.П., Регуляторы роста растений на основе N-оксидов производных пиридина (физико-химические свойства и биологическая активность). —1999. —269 с.
12. Угрюмов М.В. Нейроэндокринная регуляция в онтогенезе. —М.: Наука, 1989. —247 с.
13. Akhtar N., Kayani S.A., Ahmad M.M., Shahab M. Insecticide-induced changes in secretory activity of the thyroid gland in rats // J. Appl. Toxicol. —1996. —V. 16, №5 —P. 397—400.
14. Barth S.W., Bathgate R.A., Mess A., Parry L.J., Ivell R., Grossmann R. Mesotocin gene expression in the diencephalon of domestic foul: cloning and sequencing of the MT cDNA and distribution of MT gene expressing neurons in the chicken hypothalamus // J. of Neuroendocrinology. —1997. —V. 9, №10. —P. 777—787.
15. Bons N., Bouille C., Tonon M.C., Guillaume V. Topographical distribution of CRF immunoreactivity in the pigeon brain // Peptides. —1998. —V. 9, №4. —P. 697—707.
16. Bortolozzi A., Evangelista de Duffard A.M., Dajas F., Duffard R., Silveira R. Intracerebral administration of 2,4-diclorophenoxyacetic acid induces behavioral and neurochemical alterations in the rat brain // Neurotoxicology. —2001. —V. 22, №2. —P. 221—32.
17. Brusco A, Saavedra J.P., Garcia G., Tagliaferro P., Evangelista de Duffard A.M., Duffard R. 2,4-dichlorophenoxyacetic acid through lactation induces astrogliosis in rat brain // Mol. Chem. Neuropatol. —1997. —V. 30, №3. —P. 175—185.
18. Christenson W.R., Becker B.D., Wahle B.S., Moore K.D., Dass P.D., Lake S.G., Van Goethem D.L., Stuart B.P., Sangha G.K., Thyssen J.H. Evidence of chemical stimulation of hepatic metabolism by an experimental acetanilide (FOE 5043) indirectly mediating reductions in circulating thyroid hormone levels in the male rat // Fundam. Appl. Toxicol. —1996. —V. 29, №2. —P. 251—259.
19. Duffard R., Garcia G., Rosso S., Bortolozzi A., Madariaga M., di Paolo O., Evangelista de Duffard A.M.. Central nervous system myelin deficit in rats exposed to 2,4-dichlorophenoxyacetic acid throughout lactation // Neurotoxicol. Teratol. —1996. —V. 18, №6. —P. 691—696.
20. Evangelista de Duffard A.M., Brusco A., Duffard R., Garcia G., Pecci Saavedra J. Changes in serotonin-immunoreactivity in the dorsal and median raphe nuclei of rats exposed to 2,4-dichlorophenoxyacetic acid through lactation. // Mol. Chem. Neuropatol. —1995. —V. 2, №2. —P. 187—193.
21. Galasinska-Pomykol I., Sulik M., Maciejewska J., Sopek M. Morphological pattern of the hypothalamo-neurohypophyseal system in acute intoxication with 2,4-dichlorophenoxyacetic acid [2,4-D] // Ann. Med. Univ. Bialyst. Pol. —1993. —V. 38, №1. —P. 29—37.
22. Garcia G., Tagliaferro P., Bortolozzi A., Madariaga M.J., Brusco A., Evangelista de Duffard A.M., Duffard R., Saavedra J.P. Morphological study of 5-HT neurons and astroglial cells on brain of adult rats perinatal or chronically exposed to 2,4-dichlorophenoxyacetic acid // Neurotoxicology. —2001. —V. 22, №6. —P. 733—741.
23. Gorzinski S.J., Kociba R.J., Campbell R.A., Smith F.A., Nolan R.J, Eisenbrandt DL. Acute, pharmacokinetic, and subchronic toxicological studies of 2,4-dichlorophenoxyacetic acid // Fundam. Appl. Toxicol. —1987. —V. 9, №3. —P. 423—435.
24. Kawashima S., Farner D.S., Kobayashi H., Oksche A., The effect of dehydration on acid-phosphatase activity, catheptic-proteinase activity, and neurosecretion in the hypothalamo-hypophysial system of the white-crowned sparrow,Zonotrichia leucophrys Gambelii // Z. Zellforsch. —1964. —V. 62, №2. —P. 149—181.
25. Kleiman de Pisarev D.L., Rios de Molina M.C., San Martin de Viale L.C. Thyroid function and thyroxine metabolism in hexachlorobenzene-induced porphyria // Biochem. Pharmacol. —1990. —V. 39, №5. —P. 817—825.
26. Lumpkin M.D., Samson W.K., McCann S.M. Arginin-vasopressin as a thyrotrophin-releasing hormone // Science. —1987. —V. 235, №4792. —P. 1070—1073.
27. Malysheva L.N., Zhavoronkov A.A. Structural-functional changes in the thyroid gland after chronic exposure to the dioxin-containing herbicide 2,4-D // Arkh. Patol. —1998. —V. 60, №3. —P. 10-3.
28. Park S.K., Strouse D.A., Selmanoff M. Prolactin and testosterone-induced inhibition of LH secretion after orchidectomy: Role of catecholaminergic neurones terminating in the diagonal band of Broca, medial preoptic nucleus and median eminence // J. of Endocrinology. —1996. —V. 148, №2. —P. 291—301.
29. Pau K.Y., Lee C.J., Coules A., Yang S.P., Hess D.L., Spies H.G. Possible involvment of norepinephrine transporter activity in the pulsatility of hypothalamic gonadotropin-releasing hormone release: influence of the gonad // J. of Neuroendocrinology. —1998. —V. 10, №1. —P. 21—29.
30. Stoker T.E., Laws S.C., Guidici D.L., Cooper R.L. The effect of atrazine on puberty in male wistar rats: an evaluation in the protocol for the assessment of pubertal development and thyroid function // Toxicol. Sci. —2000. —V. 58, №1. —P. 50—59.
31. Zaidi S.S., Bhatnagar V.K., Gandhi S.J., Shah M.P., Kulkarni P.K., Saiyed H.N. Assessment of thyroid function in pesticide formulators // Hum. Exp. Toxicol. —2000. —V. 19, №9. —P. 497—501.


| Зміст |