ШЛЯХИ БІОТРАНСФОРМАЦІЇ ЦИКЛОФОСФАМІДУ ТА ІФОСФАМІДУ. ЗВ'ЯЗОК З ТОКСИЧНІСТЮ ТА АНТИБЛАСТОМНИМ ЕФЕКТОМ

О.О. Пентюк, д.м.н. проф., О.Я. Какарькін, П.О. Юрченко, О.В. Тертишна, к.х.н.

Вінницький державний медичний університет ім. М.І. Пирогова

ДНК-алкілюючі агенти на основі азотистого іприту були першими ефективними протираковими засобами і залишаються такими і на сьогодні. Найпоширенішими серед них є циклофосфамід (ЦФ) та іфосфамід (ІФ) — неактивні проліки, які проявляють свою фармакологічну дію лише після перетворення в генотоксичні метаболіти [21, 64, 68]. Так, якщо незмінений ЦФ викликає загибель 50 % клітин пухлини Walker в концентрації 6000 мкг/мл, то його метаболіти 4-кетоЦФ і карбоксифосфамід — в концентрації 240 і 400 мкг/мл, а іприт фосфораміду і акролеїн — 0,6 та 1 мкг/мл, відповідно, тобто в концентраціях в 10000 та 6000 разів менших [55].

Основними фармакологічно активними метаболітами ЦФ та ІФ є іприт фосфораміду (ізoфосфораміду), 4-гідроксиЦФ (4-гідроксиІФ) та акролеїн. Фактично молекули оксазафосфоринів складаються з реакційно здатної хлоретиламінової групи та неактивної частини, яка виконує транспортні функції по доставці активної частини до клітин-мішеней.

Пухлини мають низьку здатність щодо активації оксазафосфоринів і основний вклад в протипухлинний ефект вносять активні метаболіти, що утворюються в печінці та інших органах, які містять монооксигеназні системи [16, 40, 64]. Препарат 4-гідропероксиЦФ не потребує ферментативної активації, оскільки спонтанно розпадається в біологічному середовищі з вивільненням 4-гідроксиЦФ [47].

Шляхи метаболічної активації і деградації ЦФ та ІФ. В процесі біотрансформації ЦФ утворюється низка метаболітів з різною фармакологічною активністю [21, 35, 39, 47, 55, 64, 73]. Початковий етап метаболізму ЦФ йде двома альтернативними шляхами: 4-гідроксилювання та N-деалкілювання і каталізується різними ізоформами цитохрому Р450 (рис.). У щурів перший шлях каталізується СУР2В1/2 (в меншій мірі СУР2С6/11), а у людини -СУР2В6/2С19 (в меншій мірі СУР2С9/2С8/2С18).

Гідроксилювання ЦФ приводить до утворення активного метаболіту 4-гідроксиЦФ, який існує в рухливій рівновазі з альдофосфамідом. Таутомерна пара 4-гідрокси-ЦФ/альдофосфамід має короткий термін напівжиття (близько 6 хв) і без участі ферментів перетворюються в іприт фосфораміду та акролеїн. В свою чергу іприт фосфораміду швидко (період напіврозпаду близько 2-х год) розпадається на фосфорамідну кислоту та норазотистий іприт, який і вважається кінцевим алкілюючим агентом. Норазотистий іприт інактивується, взаємодіючи з гідрокарбонат-аніоном, з утворенням 3-(2-хлоретил)-1,3-оксазолідин-2-ону. Подальші перетворення акролеїну полягають в кон'югації з глутатіоном з утворенням меркаптуратів, або у відновленні до алілового спирту чи окисленні до акрилової кислоти [42, 57]. 4-гідроксиЦФ та альдофосфамід також окислюються до неактивних метаболітів — 4-кетоЦФ та карбоксифосфаміду, а альдофосфамід відновлюється до неактивного метаболіту алкоЦФ [24, 34, 52].

Альтернативний шлях окислення ЦФ полягає в N-дезхлоретилюванні за участю СУР3А4 та 3А5 (у щурів і людей) з утворенням метаболітів: токсичного — 2-хлорацетальдегіду і неактивного N-дезхлоретилЦФ [38]. N-дезхлоретилювання складає лише 4,3-9,3 % від загального метаболізму ЦФ. Подальші перетворення 2-хлорацетальдегіду йдуть за трьома шляхами: відновлення цього метаболіту приводить до утворення 2-хлоретанолу, а окислення — 2-хлорацетату, в результаті взаємодії з глутатіоном утворюються глутатіонові кон'югати, які після відповідних перетворень трансформуються в меркаптурові кислоти. Наведені вище дані не відображають всі можливі перетворення ЦФ і близько 20-30 % метаболітів ще не ідентифіковані [47].

ІФ має подібний метаболізм [9, 43, 46, 63]. Гідроксилювання ІФ дає активні метаболіти 4-гідроксиІФ/альдоІФ, а N-дезхлоретилювання — неактивні метаболіти 2-дезхлоретилІФ і 3-дезхлоретилІФ і токсичний метаболіт 2-хлорацетальдегід. 4-гідрокси-ІФ/альдоІФ розпадається до іприту ізофосфораміду та акролеїну, які в свою чергу деградують до норазотистого іприту та 1,3-оксазалідин-2-oну, або окислюються до 4-кетоІФ та карбоксиІФ. Вклад N-дезхлоретилювання в обмін ІФ значно більший ніж у ЦФ, частка ж 4-гідроксилювання ІФ не перевищує 53 %.

Фармакокінетика ЦФ. Вже в ранніх роботах було відмічено швидке поширення ЦФ в організмі тварин та людини [21]. Після внутрішньоочеревинного введення міченого ЦФ щурам максимальна радіоактивність в крові досягається через 15 хв, потім має місце поступове її зниження і через 2 год визначається лише половина радіоактивності. Тривалість циркуляції препарату в крові близько 6 год і через 24 год він уже не визначається. Основна частина ЦФ екскретується нирками протягом 6-8 год. Найбільше мічений ЦФ накопичується в печінці і нирках, менше в яєчниках, тимусі, селезінці, м'язах, гіпофізі, тонкій кишці. Хоча в пухлинах і виявляються значні кількості радіоактивної мітки, однак вміст в них активних метаболітів ЦФ, визначених за реакцією з 4-(пара-нітробензил)піридином), в значно менший, ніж в органах, що містять монооксигеназні системи.

Основним шляхом виведення ЦФ та його метаболітів з організму людини є екскреція з сечею, через жовч виділяється лише 3,5 % препарату та його метаболітів [25]. За різними даними за добу з сечею виводиться від 9 до 62 % введеної дози препарату (таблиця). Найбільшу величину екскреції демонструють ізотопні методи (62 %), тоді як хімічні методи — 9-42,9 %, що свідчить про наявність неідентифікованих метаболітів ЦФ.

За допомогою методу ядерного магнітного резонансу (³¹P-ЯМР) в сечі людей вдається виявити карбоксифосфамід, незмінений ЦФ, N-дезхлоретилЦФ, алкоЦФ, 4-кетоЦФ, іприт фосфораміду [39]. Однак даний метод дає занижені дані щодо іприту фосфораміду і 4-гідроксиЦФ/альдофосфаміду, що є наслідком руйнування цих метаболітів при аналізі. Використання внутрішнього стандарту, міченого дейтерієм, та методів стабілізації активних метаболітів [4, 15, 17, 47] показало, що головним метаболітом в сечі є іприт фосфораміду (39 % від введеної дози ЦФ). Знайдені також невеликі кількості 4-гідроксиЦФ/альдофосфаміду.

В числі раніше невідомих метаболітів [39] в сечі людей знайдені продукти деградації карбоксифосфаміду та дезхлоретилЦФ: ефіри фосфорамідної та фосфорної кислот, 3-(2-хлоретил)-1,3-оксазолідин-2-он та інші. В сечі людей та тварин присутні невеликі кількості вільного акролеїну та продуктів кон'югації акролеїну і 2-хлорацетальдегіду з глутатіоном — меркаптурових кислот [70, 3].

ІФ має профіль сечових метаболітів, подібний до ЦФ, однак N-дезхлоретильованих метаболітів екскретується більше. В сечі пацієнтів визначається сам ІФ (23 %), іприт ізофосфораміду (13 %), 2-дезхлоретилІФ (8 %), 3-дезхлоретилІФ (14 %), в невеликих кількостях 2-хлорацетальдегід і акролеїн [63] та 4-гідроксиІФ [44], карбоксиІФ (7 %) [31], алкоІФ (1 %) і 14 % неідентифікованих фосфорильованих метаболітів [28]. Екскреція алкілюючих метаболітів (реакція з 4-(пара-нітробензил)пірідином) з сечею пацієнтів складає від 4,5 до 21 % від введеної дози ІФ [1].

Характеристика основних метаболітів ЦФ та ІФ

Фармакокінетика ЦФ задовільно описується в рамках одночастинної моделі з відхиленнями в бік насичуваного типу елімінації при високих дозах препарату [13,17,64]. Однак, в цілому, високі і малі дози ЦФ мають близький фармакокінетичний профіль. Біодоступність ЦФ і ІФ при пероральному і внутрішньовенному введенні мало відрізняється і сягає 90-96 %.

а) Незмінені ЦФ, ІФ та їх неактивні метаболіти.
Пікові концентрації незміненого ЦФ в плазмі крові пацієнтів при введенні препарату в дозі від 0,6 г до 1,2 г коливаються від 15,7 до 29,4 мкг/мл [6], а після введення 4 г/м² ЦФ — 126-132 мкг/мл [17]. Період напіввиведення ЦФ з плазми крові дорівнює в середньому 6,2 год [6], за іншими даними, — 8,7 год [27]. Площа під фармакокінетичною кривою (AUC) складає 216-223 мкМ•год після внутрішньовенного введення препарату в дозі 0,5 г/м² [13], 3008-5381 мкМ•год після введення препарату в дозі 4 г/м² [17]. Загальний кліренс складає 51-106 мл/хв [6,17].

У мишей і щурів елімінація ЦФ відбувається швидше, ніж у людей. Головним метаболітом в крові і сечі щурів є іприт фосфораміду, дещо менше незміненого ЦФ та інших метаболітів [34].

Максимальна концентрація незміненого ІФ в плазмі крові після введення 2,5-3 г препарату складає близько 200 нмоль/мл [1], а після введення в дозі 1,5 г/м² — 181-199 нмоль/мл [43]. Період напівввидення ІФ з плазми крові мало залежить від дози і за різними даними [1,29] коливається від 3,6 до 10,4 год. Кліренс ІФ складає 3,7±1,6 л/год [1], або 3,48±0,88 л/год [8].

4-кетоЦФ, карбоксифосфамід, алкоЦФ та інші метаболіти ЦФ, як і аналогічні інтермедіати ІФ, позбавлені протипухлинної активності. Їх фармакокінетика детально не описана. За деякими даними, після внутрішньовенного введення пацієнткам з раком молочної залози 0,5 г/м² ЦФ метаболічний кліренс карбоксифосфаміду, дезхлоретилЦФ та 4-кетоЦФ складає, відповідно, 7; 3,2 та 1,3 мл/хв [13]. Період напіввиведення алкофосфаміду у щурів становить 76,2 хв [34].

б) Гідроксильовані метаболіти утворюються в результаті цитохром Р450-залежного окислення ЦФ та ІФ. Утворення 4-гідроксиЦФ в мікросомах печінки людей йде за участю двох ферментів з різною спорідненістю до ЦФ (Km1 і Km2 — 0,095 і 5,09 мМ) і різною активністю (Vmax1 і Vmax2, відповідно, 0,14±0,07 і 1,55±0,5 нмоль/хв/мг білка) [60]. Цей шлях метаболізму ЦФ є переважаючим (90,7-95,7 %), а шляхом N-дезхлоретилювання метаболізується лише 4,3-9,3 % препарату [60]. У щурів максимальна швидкість гідроксилювання ЦФ складає 0,68-5,4 нмоль/хв/мг білка [19,71]. ІФ також інтенсивно метаболізується в мікросомах печінки щурів, однак шлях 4-гідроксилювання складає лише 53 %, а шлях N-дезхлоретилювання 47 % [46].

4-гідроксиЦФ/альдофосфамід, на відміну від іприту фосфораміду і акролеїну, легко проникає через клітинні бар'єри [4], швидко і зворотньо взаємодіє з білковими тіолами з утворенням комплексу білок-4-гідроксиЦФ, який розглядається, як депо активного ЦФ в клітинах [33]. Близько 17 % введеної мишам дози ЦФ зберігається в цьому комплексі протягом кількох днів [33]. В еритроцитах виявляються більші кількості 4-гідрокси-ЦФ/альдофосфаміду (в 1,8 рази) та іприту фосфораміду (в 2,6 рази), ніж у плазмі крові [24]. Ці метаболіти утворюють нестійкі кон'югати з глутатіоном (рисунок), з яких вони легко вивільнюються. Можна припустити, що еритроцити є своєрідним депо та транспортним засобом активних форм ЦФ.

Протипухлинна дія 4-гідроксиЦФ не обмежується лише тим, що він є транспортною формою і попередником іприту фосфораміду. Існують дані про його безпосередню взаємодію з ДНК, зокрема він in situ під впливом 3'-5'-екзонуклеази та ДНК-полімерази гідролізується до акролеїну та іприту фосфораміду і модифікує ДНК в місцях функціонування цих ферментів [33]. Вміст 4-гідроксиЦФ/альдофосфаміду в плазмі крові хворих характеризується винятково високою варіабельністю — від 0,085 до 34 мкМ, в середньому 2,4 мкМ [15, 4], що є наслідком не тільки значних індивідуальних коливань, але й недосконалості методів визначення цих короткоживучих інтермедіатів. Використання сучасних підходів до стабілізації метаболітів зразу ж після взяття крові у пацієнтів дало стабільні величини — 5,35-9,35 мкМ [17].

Точний період напіввиведення 4-гідроксиЦФ з плазми крові пацієнтів не визначений, оскільки досліджень з цим метаболітом у людей не проведено, а динаміка його концентрації в крові лімітується швидкістю його продукції з ЦФ. Деяке уявлення дають експерименти. Так, при болюсному введенні щурам 20 мг/кг 4-гідроксиЦФ період його напівелімінації з крові складає 8,1 хв, а після введення 20 мг/кг ЦФ — 55,4 хв [35]. За іншими даними фактичний період напівелімінації 4-гідроксиЦФ/альдофосфаміду з плазми щурів складає 14 хв, а уявний — 34 хв [64]. AUC 4-гідроксиЦФ у пацієнтів після введення в дозі 1,875 г/м² — 318 (171-628) мкМ•год [54].

Пікова концентрація в плазмі крові 4-гідроксиІФ після введення пацієнтам ІФ в дозі 1,5 г/м² коливається від 1,51 до 2,59 нмоль/мл; AUC — 11,3-16,5 нмоль•год/мл [43].

Метаболіти 4-гідроксиЦФ/альдофосфаміду швидко інактивуються. Відновлення за участю альдо- карбонілредуктаз та алкогольдегідрогенази приводить до утворення алкофосфаміда та алкоІФ [24,34,52]. Найбільший вклад в інактивацію альдо-метаболітів вносять NAD(P)-залежні альдегіддегідрогенази (класів 1 та 3), які відповідальні за 80 % здатності печінки окислювати альдофосфамід до неактивного карбоксифосфаміду, що в значних кількостях екскретується з сечею [11]. Цей фермент присутній в еритроцитах і відіграє важливу роль в системній інактивації альдофосфаміду, враховуючи велику кількість еритроцитів в організмі [24]. Однак, під час лікування має місце значне інгібування альдегіддегідрогенази (імовірно акролеїном), що пояснює зростання рівня 4-гідроксициклофосфаміду/альдофосфаміду в крові пацієнтів, починаючи з другого дня курсового введення ЦФ [59].

Утворення карбоксифосфаміду дуже варіабельнe, [7, 30]. Пацієнтів можна поділити на 2 фенотипи — повільних та швидких карбоксиляторів (відповідно, екскретують з сечею 0,01-0,2 % карбоксифосфаміду та більше 0,8 %). Цей феномен, вірогідно, є наслідком нерозпізнаного поліморфізму альдегіддегідрогенази. Фенотип карбоксилювання суттєво відбивається на терапевтичній активності ЦФ — вона вища у повільних карбоксиляторів і нижча у швидких. Зокрема, в першій групі виявляється в 2,3 більше аддуктів іприту фосфораміду з ДНК клітин пухлин, ніж в другій [30].

в) Іприт фосфораміду (іприт ізофосфораміду) утворюються внаслідок спонтанного гідролізу 4-гідрокси- і альдо-метаболітів ЦФ та ІФ і саме з ними пов'язують протипухлинний ефект оксазафосфоринів.

Механізм цитотоксичної дії іприту фосфораміду (ізофосфораміду) полягає в модифікації ДНК з утворенням аддуктів по N-7- або О-6-позиціях гуаніну, перехресних зшивок ДНК-ДНК, в інгібуванні синтезу ДНК [14, 68]. Так, інкубація ДНК з ЦФ в присутності мікросомної фракції печінки мишей приводить до утворення N-(2-хлоретил)-N-[2-(7-гуаніл)етил]аміну, а також N-(2-гідроксиетил)-N-[2-(7-гуаніл)етил]аміну та поперечно зшитого продукту N,N-біс[2-(7-гуаніл)-етил]аміну [32]. Результатом дії алкілюючих метаболітів є виникнення мутацій (включаючи заміни основ в нуклеотидних парах, мультилокусні делеції, хромосомні перебудови), порушення клітинного циклу, ініціювання апоптозу [20, 22]. Деяка вибірковість протипухлинної дії іприту фосфораміду пов'язана з тим, що він інгібує зв'язування фактора транскрипції NF капа B до GC-збагаченої послідовності ДНК, яка відіграє важливу роль в регуляції генів, втягнутих в злоякісний ріст [26].

Однак, в цілому вибірковість дії іприту фосфораміду невисока і цей метаболіт є відповідальним не лише за протипухлинні ефекти оксазафосфоринів, але і за їх побічну дію, зокрема за їх гемотоксичність, імунотоксичність, тератогенні і канцерогенні ефекти [56, 62].

Іприт фосфораміду гідролітично нестійкий і період його напіврозпаду складає близько 100 хв [74]. Його руйнування по зв'язку азот-фосфор веде до утворення норазотистого іприту (який виявляє алкілюючу активність) та фармакологічно неактивного аміду фосфорної кислоти [35]. Гідроліз іприту фосфораміду може каталізуватись фосфорамідазами цитозолю печінки зі значеннями Km та Vmax 1,65 mM та 6,38 мкмоль/хв, відповідно.

В плазмі крові пацієнтів після введення терапевтичних доз ЦФ пікові концентрації іприту фосфораміду сягають від 40 до 100 мкМ [15,37], продукт його деградації азотистий іприт виявляється в непостійних кількостях [37]. Точні параметри фармакокінетики іприту фосфораміду у пацієнтів не встановлені, оскільки його вміст лімітується швидкістю утворення з 4-гідроксиЦФ, а цього метаболіту, в свою чергу, — швидкістю гідроксилювання ЦФ. Уявний період напівелімінації іприту фосфораміду з плазми крові коливається у різних пацієнтів і знаходиться в межах 4-15 годин [15]. AUC іприту фосфораміду у пацієнтів, які отримували високі дози ЦФ, складає 15 мМ•хв [64]. З сечею хворих іприт фосфораміду екскретується в кількості 39 % від введеної дози ЦФ [15].

Пікові рівні іприту ізофосфораміду в плазмі крові пацієнтів після введення 2 г/м² ІФ коливаються в межах 18-30 мкМ, а стаціонарні рівні на 24 год — 2,3-11,3 мкМ [41]. Піковий рівень алкілюючої активності плазми крові пацієнтів після введення 2-3 г/м² ІФ складає 16-95 мкг/мл, середній період напівелімінації 6-7 год, ниркова екскреція — 19 % від введеної дози [51].

г) Акролеїн утворюється в результаті неферментативного розпаду гідроксильованих метаболітів 4-гідроксиЦФ/альдофосфаміду та 4-гідрокси-ІФ/альдоізофосфаміду разом з еквімолярними кількостями іпритів фосфораміду та ізофосфораміду. Швидкість утворення акролеїну з ЦФ та ІФ в мікросомах печінки людей сягає 0,76±0,23 та 0,19±0,07 нмоль/хв/мг білка, а мікросомах печінки щурів — 4,20±0,04 і 1,96±0,12 нмоль/хв/мг білка [50].

Метаболізм акролеїну полягає у каталізованому альдо- та карбоніл-редуктазами відновленні до алілового спирту або у окисленні до акрилової кислоти за участю альдегіддегідрогеназ [12, 42]. Акролеїн викликає суіцидальну інактивацію альдегіддегідрогенази в процесі каталітичного циклу [12].

Іншим шляхом метаболізму акролеїну є взаємодія з глутатіоном, яка здійснюється як неферментативним шляхом, так і за участю ізоферментів глутатіон-S-трансфераз, з утворенням 3-оксопропілглутатіону, який в нирках деградує до меркаптурових кислот [23, 58, 61]. В сечі людей та тварин виявляються S-3-гідроксипропіл-N-ацетилцистеїн, S-3-оксопропіл-N-ацетил-цистеїн, S-(3-оксо-пропіл)-N-ацетилцистеїн-S-оксид) та дикислотні метаболіти [57,58]. Після введення хворим 1 г ЦФ за перші 6 год виділяється 6,4-50 мкмоль (1,3-10,3 мг) 3-гідроксипропілмеркаптурової кислоти, а після введення щурам 50 мг/кг ЦФ з сечею за добу екскретується 16,7 мкмоль/кг цього метаболіту [2].

Утворення аддуктів акролеїну з глутатіоном розглядається як шлях детоксикації цієї речовини, оскільки їх токсичність щодо клітин досить низька у порівнянні з акролеїном [57, 58]. Однак в тканинах з високою активністю бета-ліази (наприклад в нирках) через реакцію бета-елімінування можливий повторний вихід акролеїну з кон'югату і відновлення його токсичної дії [57, 58]. Доказом важливої ролі синтезу меркаптурових кислот є зменшення нефротоксичності акролеїн-глутатіонового аддукту (введеного щурам) при гальмуванні ацивіцином фермента синтезу меркаптурових кислот — гамаглутамілтрансферази [36].

Певна частина акролеїну виявляєтся у вільному стані в плазмі крові. Так, після введення ЦФ щурам в дозі 20 мг/кг пікова концентрація акролеїну в плазмі крові сягає 4,7 нмоль/мл, в сечі — 0,5 нмоль/мл, а близько 1 % введеної дози препарату екскретується у вигляді вільного акролеїну [70]. Після введення хворим 50 мг/кг ЦФ за 24 год у вигляді акролеїну з сечею виводиться близько 1 % введеної дози препарату [3].

Акролеїн є активним метаболітом, який здатний утворювати аддукти з гуаніном ДНК типу N2-пропанодезоксигуанозину, і виявляє високу протипухлинну активність [18]. Однак з цим метаболітом більше пов'язують побічні ефекти оксазафосфоринів: генотоксичність [14], імунотоксичність [48], пульмотоксичність [53], гепатотоксичність [5, 69], нефротоксичність, в тому числі з геморагічним цистітом [42, 57, 72].

Механізм токсичної дії акролеїну пов'язують з його здатністю виснажувати запаси глутатіону, ініціювати процеси пероксидації ліпідів, ковалентно модифікувати білки, інактивувати антиоксидантні ферменти [5,53,69]. На культурах клітин ендотелію легеневих артерій та пневмоцитів, на ізольованих гепатоцитах показано, що акролеїн знижує рівень відновленого глутатіону та білкових сульфгідрільних груп, блокує синтез білка та АТФ, порушує транспортну функцію плазматичних мембран [49]. Акролеїн in vitro практично повністю інактивував NADPH-цитохром с редуктазу в мікросомах печінки та легень щурів і значно знижував цитохром Р450-залежні монооксигеназні активності [49]. Найбільші зміни акролеїн викликає в мітохондріях та мембранах ендоплазматичного ретикулуму [5,69].

Дезхлоретильовані метаболіти та 2-хлорацетальдегід утворюються в процесі N-деалкілювання оксазафосфоринів. Метаболізм ЦФ веде до утворення N-дезхлоретилЦФ та 2-хлорацетальдегіду. Ця реакція каталізується двома ферментами мікросом печінки людей з різною спорідненістю до субстрату (Km1 і Km2, відповідно, 0,046 і 8,58 мМ, а Vmax1 і Vmax2 — 0,006±0,003 і 0,27±0,21 нмоль/хв/мг білку) [60]. Кількість ЦФ, що метаболізується цим шляхом, відносно невелика (4,3-9,3 %), оскільки основна його частина перетворюється шляхом 4-гідроксилювання [60]. Однак N-дезхлоретилювання ІФ йде більш інтенсивно і N2-дезхлоретилІФ та N3-дезхлоретилІФ складають трохи менше половини всіх метаболітів [46].

Продукти N-дезхлоретилювання представлені в плазмі крові пацієнтів, і після введення ІФ в дозі 1,5 г/м² пікові концентраціі 3-дезхлоретилІФ, 2-дезхлоретилІФ і 2-хлорацетальдегіду, відповідно, складають 12,9-26,5, 8,6-16,7 і 2,69 — 4,85 нмоль/мл [43]. N-дезхлоретильовані метаболіти ЦФ і ІФ, позбавлені протипухлинної активності [9, 73].

Подальші перетворення 2-хлорацетальдегіду йдуть трьома шляхами. Його відновлення за участю альдозоредуктази, карбонілредуктази та алкогольдегідрогенази приводить до утворення 2-хлоретанолу, а окислення за участю альдегіддегідрогеназ — до утворення 2-хлорацетату [45,66]. При взаємодії з відновленим глутатіоном (реакція йде неферментативно і за участю глутатіон-S-трансфераз) утворюються аддукти, які далі трансформуються в меркаптурові кислоти. Кінцевими метаболітами 2-хлорацетальдегіду є гліколева та тіогліколева кислоти, S-(2-карбокси-метил)цистеїн, N-ацетил-S-(2-кар-боксиметил)цистеїн, S-(2-гідроксиме-тил)цистеїн [45].

В плазмі крові пацієнтів, які лікуються ЦФ чи ІФ, виявляються невеликі концентрації 2-хлорацетальдегіду — від 2 до 10 нмоль/мл [43]. Нещодавно з'явились докази антибластомної активності 2-хлорацетальдегіду [10], хоча цьому метаболіту в основному приписується відповідальність за нефротоксичну дію ІФ і ЦФ, зокрема за порушення процесів фільтрації та реабсорбції в ниркових канальцях типу синдрому Фанконі (зменшується реабсорбція глюкози, натрію, фосфатів, сульфату, кліренс парааміногіпурату) [67].

В гепатоцитах 2-хлорацетальдегід викликає швидке падіння рівнів відновленого глутатіону, білкових тіолів, АТФ, знижує мітохондріальне дихання, трансмембранний потенціал, активує процеси пероксидації ліпідів [66]. Гепатотоксичність 2-хлорацетальдегіду різко зростає при блокуванні каталізованого алькогольдегідрогеназою відновлення до 2-хлоретанолу та інгібуванні каталізованого альдегіддегідрогеназою окислення в 2-хлорацетат [66]. 2-хлорацетальдегід є в 10 разів більш токсичним ніж 2-хлорацетат і в 70 разів — ніж 2-хлоретанол. Застосування тіольного перехоплювача альдегідів МЕСНА значно зменшує нефротоксичність 2-хлорацетальдегіду [67]. 2-Хлорацетальдегід має також кардіотоксичну та нейротоксичну дію і з ним пов'язують серцеві та неврологічні побічні ефекти ІФ і ЦФ [65, 45]. Зареєстрована також токсична дія щодо лімфоцитів [48].

Таким чином, біотрансформація оксазафосфоринів дуже складний процес, який протікає як в напрямку утворення активних, так і неактивних, або токсичних метаболітів. Антибластомну дію оксазафосфоринів пов'язують з іпритом фосфораміду або ізофосфораміду та, можливо, акролеїном, які мають генотоксичну дію. Метаболіти акролеїн та 2-хлорацетальдегід в більшій мірі, ніж алкілюючі метаболіти, є відповідальними за побічні ефекти оксазафосфоринів. Така особливість біотрансформації створює передумови для підвищення ефективності та безпечності фармакотерапії за рахунок спрямування метаболізму оксазафосфоринів шляхом, який веде до утворення фармакологічно активних метаболітів, та гальмування шляхів, які ведуть до утворення токсичних метаболітів.

Література
1. Aeschlimann C., Kupfer A., Schefer H.Comparative pharmacokinetics of oral and intravenous ifosfamide/mesna/methylene blue therapy // Drug Metab Dispos. —1998. —V. 26, N 9. —P. 883-890.
2. Alarcon R.A. Studies on the in vivo formation of acrolein: 3-hydroxy-propylmercapturic acid as an index of cyclophosphamide (NSC-26271) activation // Cancer Treat Rep. —1976. —V. 60, N 4. —P. 327-335.
3. Urinary excretion and pharmacokinetics of acrolein and its parent drug cyclophosphamide in bone marrow transplant patients / Al-Rawithi S., El-Yazigi A., Ernst P. et al. // Bone Marrow Transplant. —1998. —V. 22, N 5. —P. 485-490.
4. Quantitation of 4-hydroxycyclophosphamide/aldophosphamide in whole blood / Anderson L.W., Ludeman S.M., Colvin O.M. et al. // J. Chromatogr. B. Biomed. Appl. —1995. —V. 667, N 2. —P. 247-257.
5. Acrolein-induced toxicity-defective mitochondrial function as a possible mechanism / Arumugam N., Thanislass J., Ragunath K.et al. // Arch. Environ. Contam. Toxicol. —1999. —V. 36, N 4. —P. 373-376.
6. Pharmacokinetics of cyclophosphamide in patients with systemic necrotizing angiitis / Belfayol L., Guillevin L., Louchahi K. et al. // Fundamental & Clinical Pharmacology. —1994. —V. 8, N 5. —P. 458-462.
7. Individual variation in the activation and inactivation of metabolic pathways of cyclophosphamide [see comments] / Boddy A.V., Furtun Y., Sardas S. et al. // Journal of the National Cancer Institute. —1992. —V. 84, N 22. —P. 1744-1748.
8. Pharmacokinetics, metabolism and clinical effect of ifosfamide in breast cancer patients / Boddy A.V., Proctor M., Simmonds D. et al. // Eur. J. Cancer. —1995. —V. 31A, N 1. —P. 69-76.
9. Modulation of P450-dependent ifosfamide pharmacokinetics: a better understanding of drug activation in vivo / Brain E.G., Yu L.J., Gustafsson K. et al. // Br. J. Cancer. —1998. —V. 77, N 11. —P. 1768-1776.
10. Bruggemann S.K., Kisro J., Wagner T. Ifosfamide cytotoxicity on human tumor and renal cells: role of chloroacetaldehyde in comparison to 4-hydroxyifosfamide // Cancer Res. —1997. —V. 57, N 13. —P. 2676-2680.
11. Bunting K.D.,Townsend A.J. Protection by transfected rat or human class 3 aldehyde dehydrogenase against the cytotoxic effects of oxazaphosphorine alkylating agents in hamster V79 cell lines Demonstration of aldophosphamide metabolism by the human cytosolic class 3 isozyme // J. Biol. Chem. —1996. —V. 271, N 20. —P. 11891-11896.
12. Bunting K.D., Townsend A.J. Dependence of aldehyde dehydrogenase-mediated oxazaphosphorine resistance on soluble thiols: importance of thiol interactions with the secondary metabolite acrolein // Biochem. Pharmacol. —1998. —V. 56, N 1. —P. 31-39.
13. Dose escalation of cyclophosphamide in patients with breast cancer: consequences for pharmacokinetics and metabolism / Busse D., Busch F.W., Bohnenstengel F. et al. // J. Clin. Oncol. —1997. —V. 15, N 5. —P. 1885-1896.
14. Role of O6-alkylguanine-DNA alkyltransferase in protecting against cyclophosphamide-induced toxicity and mutagenicity / Cai Y., Wu M.H., Ludeman S.M. et al. // Cancer Res. —1999. —V. 59, N 13. —P. 3059-3063.
15. Chan K.K., Hong P.S., Tutsch K., Trump D.L. Clinical pharmacokinetics of cyclophosphamide and metabolites with and without SR-2508 // Cancer Research. —1994. —V. 54, N 24. —P. 6421-6429.
16. Chen L., Waxman D.J., Chen D., Kufe D.W. Sensitization of human breast cancer cells to cyclophosphamide and ifosfamide by transfer of a liver cytochrome P450 gene // Cancer Res. —1996. —V. 56, N 6. —P. 1331-1340.
17. Nonlinear pharmacokinetics of cyclophosphamide and 4-hydroxycyclophosphamide/aldophosphamide in patients with metastatic breast cancer receiving high-dose chemotherapy followed by autologous bone marrow transplantation / Chen T.L., Kennedy M.J., Anderson L.W. et al. // Drug Metab Dispos. —1997. —V. 25, N 5. —P. 544-551.
18. Role of 1,N2-propanodeoxyguanosine adducts as endogenous DNA lesions in rodents and humans / Chung F.L., Zhang L., Ocando J.E. et al. // IARC Sci Publ. —1999. —N 150. —P. 45-54.
19. Clarke L.,Waxman D.J.Oxidative metabolism of cyclophosphamide: identification of the hepatic monooxygenase catalysts of drug activation // Cancer Res. —1989. —V. 49, N 9. —P. 2344-2350.
20. Modulation of cyclophosphamide activity by O6-alkylguanine-DNA alkyltransferase / Colvin M.E., Friedman H.S., Pegg A.E. et al. // Cancer Chemother. Pharmacol. —1999. —V. 43, N 1. —P. 80-85.
21. Colvin O.M., Chabner B.A. Alkylating Agents In "Cancer Chemotherapy" // J. B. Lippincott Company. Philadelphia. —1990. —P. 276-313.
22. Davidoff A.N., Mendelow B.V. Cell-cycle disruptions and apoptosis induced by the cyclophosphamide derivative mafosfamide // Exp. Hematol. —1993. —V. 21, N 7. —P. 922-927.
23. Dirven H.A., van Ommen B., van Bladeren P.J. Involvement of human glutathione S-transferase isoenzymes in the conjugation of cyclophosphamide metabolites with glutathione // Cancer Research. —1994. —V. 54, N 23. —P. 6215-6220.
24. Dockham P.A., Sreerama L., Sladek N.E. Relative Contribution of Human Erythrocyte Aldehyde Dehydrogenase to the Systemic Detoxification of the Oxazaphosphorines // Drug. Metab. Disposit. —1997. —V. 25, N 12. —P. 1436-1441.
25. Biliary elimination of cyclophosphamide in man / Dooley J.S., James C.A., Rogers H.J. et. al. // Cancer Chemother. Pharmacol. —1982. —V. 9, N 1. —P. 26-29.
26. Differential inhibition of the DNA binding of transcription factors NF kappa B and OTF-1 by nitrogen mustard and quinacrine mustard: transcriptional implications / Fabbri S., Prontera C., Broggini M. et al. // Carcinogenesis. —1993. —V. 14, N 9. —P. 1963-1967.
27. Pharmacokinetics of high-dose cyclophosphamide for bone marrow transplantation / Fasola G., Lo Greco P., Calori E. et. al. // Haematologica. —1991. —V. 76, N 2. —P. 120-125.
28. Determination of the urinary excretion of ifosfamide and its phosphorated metabolites by phosphorus-31 nuclear magnetic resonance spectroscopy / Gilard V., Malet-Martino M.C., de Forni M. et. al. // Cancer Chemother. Pharmacol. —1993. —V. 31, N 5. —P. 387-394.
29. Granvil C.P., Wainer I.W., Ducharme J. The N-dechloroethylation of ifosfamide: using stereochemistry to obtain an accurate picture of a clinically relevant metabolic pathway // Cancer Chemother. Pharmacol. —1996. —V. 37, N 4. —P. 332-336.
30. Hadidi A.H., Coulter C.E., Idle J.R. Phenotypically deficient urinary elimination of carboxyphosphamide after cyclophosphamide administration to cancer patients // Cancer Res. —1988. —V. 48, N 18. —P. 5167-5171.
31. Metabolism of ifosfamide during a 3 day infusion / Hartley J.M., Hansen L., Harland S.J. et al. // Br. J. Cancer. —1994. —V. 69, N 5. —P. 931-936.
32. Hemminki K. Binding of metabolites of cyclophosphamide to DNA in a rat liver microsomal system and in vivo in mice // Cancer Res. —1985. —V. 45, N 9. —P. 4237-4243.
33. Hohorst H.J., Bielicki L., Voelcker G. The enzymatic basis of cyclophosphamide specificity // Adv. Enzyme Regul. —1986. —N 25. —P. 99-122.
34. Hong P.S., Chan K.K. Identification and quantitation of alcophosphamide, a metabolite of cyclophosphamide, in the rat using chemical ionization mass spectrometry // Biomed. Environ. Mass. Spectrom. —987. —V. 14, N 4. —P. 167-172.
35. Hong P.S., Chan K.K. Enzymatic detoxification of phosphoramide mustard by soluble fractions from rat organ tissues // Drug Metab. Dispos. —1991. —V. 19, N 3. —P. 568-73.
36. Horvath J.J, Witmer C.M., Witz G. Nephrotoxicity of the 1:1 acrolein-glutathione adduct in the rat // Toxicol. Appl. Pharmacol. —1992. —V. 117, N 2. —P. 200-207.
37. Quantitation by gas chromatography-chemical ionization mass spectrometry of cyclophosphamide, phosphoramide mustard, and nornitrogen mustard in the plasma and urine of patients receiving cyclophosphamide therapy / Jardine I., Fenselau C., Appler M. // Cancer Res. —1978. —V. 38, N 2. —P. 408-415.
38. Joqueviel C., Malet-Martino M., Martino R. A 13C NMR study of 2-13C-chloroacetaldehyde, a metabolite of ifosfamide and cyclophosphamide, in the isolated perfused rabbit heart model: initial observations on its cardiotoxicity and cardiac metabolism // Cell. Mol. Biol. —1997. —N 43. —P. 773-782.
39. Urinary excretion of cyclophosphamide in humans, determined by phosphorus-31 nuclear magnetic resonance spectroscopy / Joqueviel C., Martino R., Gilard V. et al. // Drug. Metab. Dispos. —1998. —V. 26, N 5. —P. 418-428.
40. Jounaidi Y., Hecht J.E., Waxman D.J. Retroviral transfer of human cytochrome P450 genes for oxazaphosphorine-based cancer gene therapy // Cancer Res. —1998. —V. 58, N 19. —P. 4391-4401.
41. Analysis of ifosforamide mustard, the active metabolite of ifosfamide, inplasma / Kaijser G.P., Beijnen J.H., Rozendom E. et al. // J. Chromatogr. B. Biomed. Appl. —1996. —V. 686, N 2. —P. 249-255.
42. Kolb N.S., Hunsaker L.A., Vander Jagt D.L. Aldose reductase-catalyzed reduction of acrolein: implications in cyclophosphamide toxicity // Mol. Pharmacol. —1994. —V. 45, N 4. —P. 797-801.
43. Kurowski V., Wagner T. Comparative pharmacokinetics of ifosfamide, 4-hydroxyifosfamide, chloroacetaldehyde, and 2- and 3-dechloroethylifosfamide in patients on fractionated intravenous ifosfamide therapy // Cancer Chemother. Pharmacol. —1993. —V. 33, N 1. —P. 36-42.
44. Kurowski V., Wagner T. Urinary excretion of ifosfamide, 4-hydroxyifosfamide, 3- and 2-dechloroethylifosfamide, mesna, and dimesna in patients on fractionated intravenous ifosfamide and concomitant mesna therapy // Cancer Chemother. Pharmacol. —1997. —V 39, N 5. —P. 431-9.
45. Loqueviel C., Malet-Martino M., Martino R. A 13C NMR study of 2-(13)C-chloroacetaldehyde, a metabolite of ifosfamide and cyclophosphamide, in the isolated perfused rabbit heart model Initial observations on its cardiotoxicity and cardiac metabolism // Cell. Mol. Biol. (Noisy-le-grand) —1997. —V 43, N 5. —P. 773-782.
46. Lu Hong, Wang Jeff J., Chan Kenneth K., Young Donn. Effects of Phenobarbital on Stereoselective Metabolism of Ifosfamide in Rats // DRUG METABOLISM AND DISPOSITION. —1998. —V 26, N 5. —P. 476-482.
47. Ludeman S.M. The chemistry of the metabolites of cyclophosphamide // Curr. Pharm. Des. —1999. —V 5, N 8. —P. 627-643.
48. Ifosfamide induced depletion of glutathione in human peripheral blood lymphocytes and protection by mesna / Meier T., Allenbacher A., Mueller E. et al. // Anticancer Drugs. —1994. —V 5, N 4. —P. 403-409.
49. Acrolein toxicity: comparative in vitro study with lung slices and pneumocytes type II cell line from rats / Monteil C., Le Prieur E., Buisson S., Morin J.P. et al. // Toxicology. —1999. —V 133, N 2-3. —P. 129-138.
50. Murray M., Butler A.M., Stupans I. Competitive inhibition of human liver microsomal cytochrome P450 3A-dependent steroid 6 beta-hydroxylation activity by cyclophosphamide and ifosfamide in vitro. // J. Pharmacol. Exp. Ther. —1994. —V 270, N 2. —P. 645-649.
51. Alkylating activity in serum, urine, and CSF following high-dose ifosfamide in children / Ninane J., Baurain R., de Kraker J. et al. // Cancer Chemother. Pharmacol. —1989. —V 24 Suppl 1:S2-6 discussion S7.
52. Parekh H.K., Sladek N.E. NADPH-dependent enzyme-catalyzed reduction of aldophosphamide, the pivotal metabolite of cyclophosphamide // Biochemical Pharmacology. —1993. —V 46, N 6. —P. 1043-1052.
53. Patel J.M. Metabolism and pulmonary toxicity of cyclophosphamide // Pharmacol. Ther. —1990. —V 47, N 1. —P. 137-146.
54. 4-Hydroxycyclophosphamide / aldophosphamide systemic exposure during high-dose cyclophosphamide, cisplatin, and BCNU in patients with breast cancer / Petros W.P., Vredenburgh J.J., Long G.D. et al. // PROC. AMER. ASSOC. CANCER. RES. 40. —1999.
55. Phillips B.S.,Cox P.S. In vitro methods for use in drug metabolism stadies // Chemotherapy. —1976. —V 7, N 2. —P. 335-340.
56. In vivo amifostine (WR-2721) prevents chemotherapy-induced apoptosis of peripheral blood lymphocytes from cancer patients / Provinciali M., Ciavattini A., Di Stefano G. et al. // Life Sci. —1999. —V 64, N 17. —P. 1525-1532.
57. Acrolein mercapturates: synthesis, characterization, and assessment of their role in the bladder toxicity of cyclophosphamide / Ramu K., Fraiser L.H., Mamiya B. et al. // Chemical Research in Toxicology. —1995. —V 8, N 4. —P. 515-524.
58. Studies on the basis for the toxicity of acrolein mercapturates / Ramu K., Perry C.S., Ahmed T. et al. // Toxicol. Appl. Pharmacol. —1996. —V 140, N 2. —P. 487-498.
59. Ren S., Kalhorn T.F., Slattery J.T. Inhibition of human aldehyde dehydrogenase 1 by the 4-hydroxycyclophosphamide degradation product acrolein // Drug. Metab. Dispos. —1999. —V 27, N 1. —P. 133-137.
60. Ren S., Yang J.S., Kalhorn T.F., Slattery J.T. Oxidation of cyclophosphamide to 4-hydroxycyclophosphamide and deschloroethylcyclophosphamide in human liver microsomes // Cancer Res. —1997. —V 57, N 19. —P. 4229-4235.
61. Quantitative differences in the active-site hydrophobicity of five human glutathione S-transferase isoenzymes: water-soluble carcinogen-selective properties of the neoplastic GSTP1-1 species / Satoh K., Sato R., Takahata T. et al. // Arch. Biochem. Biophys. —1999. —V 361, N 2. —P. 271-276.
62. Shulman L.N. The biology of alkylating-agent cellular injury // Hematol. Oncol. Clin. North. Am. —1993. —V 7, N 2. —P. 325-335.
63. Excretion kinetics of ifosfamide side-chain metabolites in children on continuous and short-term infusion / Silies H., Blaschke G., Hohenlochter B. et al. // Int. J. Clin. Pharmacol. Ther. —1998. —V 36, N 5. —P. 246-252.
64. Sladek N .E. Metabolism and pharmacokinetic behavior of cyclophosphamide and related oxazaphosphorines // In "Anticancer Drugs Reactive Metabolism and Drug Interactions", Pergamon Press, Tarrytown, N.Y. —1994. —P. 79-156.
65. Sood C.,O'Brien P.J. 2-Chloroacetaldehyde-induced cerebral glutathione depletion and neurotoxicity // Br. J. Cancer Suppl. —1996. —N 27. —P. 287-293.
66. Sood C.,O'Brien P.J.Chloroacetaldehyde-induced hepatocyte cytotoxicity Mechanisms for cytoprotection // Biochem. Pharmacol. —1994. —V 48, N 5. —P.1025-1032.
67. Springate J.E. Ifosfamide metabolite chloroacetaldehyde causes renal dysfunction in vivo // J. Appl. Toxicol. —1997. —V 17, N 1. —P. 75-79.
68. Struck R.F., Davis R.L.Jr., Berardini M.D., Loechler E.L. DNA guanine-guanine crosslinking sequence specificity of isophosphoramide mustard, the alkylating metabolite of the clinical antitumor agent ifosfamide // Cancer Chemother. Pharmacol. —2000. —V 45, N 1. —P. 59-62.
69. Sulkowska M., Sulkowski S., Skrzydlewska E. The effect of pentoxifylline on ultrastructure and antioxidant potential during cyclophosphamide-induced liver injury // J. Submicrosc. Cytol. Pathol. —1999. —V 31, N 3. —P. 413-422.
70. Comparative study on human pharmacokinetics of activated ifosfamide and cyclophosphamide by a modified fluorometric test / Wagner T., Heydrich D., Jork T. et al. // J. Cancer Res. Clin. Oncol. —1981. —V 100, N 1. —P. 95-104.
71. Weber G.F., Waxman D.J. Activation of the anti-cancer drug ifosphamide by rat liver microsomal P450 enzymes // Biochemical Pharmacology. —1993. —V 45, N 8. —P. 1685-1694.
72. Wong T.M., Yeo W., Chan L.W., Mok T.S. Hemorrhagic Pyelitis, Ureteritis, and Cystitis Secondary to Cyclophosphamide // Literature Gynecol. Oncol. —2000. —V 76, N 2. —P. 223-225.
73. In vivo modulation of alternative pathways of P-450-catalyzed cyclophosphamide metabolism: impact on pharmacokinetics and antitumor activity / Yu L.J., Drewes P., Gustafsson K. et al. // J. Pharmacol. Exp. Ther. —1999. —V 288, N 3. —P. 928-937.
74. Zheng J.J., Chan K.K., Muggia F. Preclinical pharmacokinetics and stability of isophosphoramide mustard // Cancer Chemother. Pharmacol. —1994. —V 33, N 5. —P. 391-398.

| Содержание |